.动物实验基本技术

第九章,动物实验技术 黄文革,第一节 动物实验前的准备,一、动物实验室的选择 二、实验动物的购买 三、实验动物编号与标记,一、动物实验室的选择,1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养室。 2.动物实验室要与实验动物同等级别。 3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国家实验动物设施各项标准。,二、实验动物的购买,1.应购买有实验动物生产供应许可证的单位所生产繁殖的实验动物，并应索取相应实验动物的质量合格证明。 2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中的各种因素对实验动物的影响，并应查阅运输检疫证明。 3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、观察。,三、实验动物编号与标记方法,（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或一个实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5苦味酸溶液， 可染成黄色。,方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、 后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 （6）额部为20号,2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5苦味酸溶液，可染成黄色。 作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。作为“十”位数。,方法步骤： (1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数，个位数的染色标记方法同单色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位数，,（4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。,（二）穿耳孔法 用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪,（三）标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴 （四）烙印法 （五）剪毛法,第二节 实验动物的捉拿与固定,大小鼠的捉拿与固定 豚鼠的捉拿与固定 兔的捉拿与固定 犬的捉拿与固定,一、小鼠的抓取保定： 器材：小鼠饲养盒+面罩1套。 方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后及 颈背部的皮肤，将小鼠提起。,3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。 此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等,二、大鼠的抓取保定：,大鼠的抓取保定： 器材：大鼠饲养盒 + 面罩 1套。 方法步骤： 4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部的头颈皮肤，其余三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。,三、豚鼠的抓取保定,器材：大鼠饲养盒+带面罩 l套。 方法步骤： 1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。 3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 否则易造成肝破裂而引起死亡。,四、兔的抓取保定： (一) 方法1： 步骤： 1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻轻把兔提起。 2、用左手托住兔的臀部。,(二) 方法2： 器材：兔保定架1个。 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。,五、犬的抓取与固定,用特制的长柄狗头钳夹住狗颈部，将其按在地，由助手用绳子将其四肢及嘴固定好。扎口时注意松紧，保证动物正常呼吸。,第三节 实验动物的麻醉,动物麻醉是消除动物手术疼痛，便于实验操作，保证动物安全，为手术创造良好的条件。 动物全身麻醉分四期： 1.第一期：随意兴奋期，出现运动与运动失调； 2.第二期：不随意兴奋期，由意识完全丧失至规则的自动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。,麻醉方法与麻醉药,麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通过吸入、注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌胃等方法使动物麻醉。 常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多卡因（局麻），,常用麻醉药的剂量及注射途径,麻醉注意事项,麻醉前应禁食8h以上 麻醉前应准确称体重 注意麻醉剂量 麻醉过程中注意观察动物的反应情况 注意保温 静脉注射时必须缓慢， 在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平,第四节 供试品给予方法,实验动物常用的给药方法有口服、注射、吸入等 一、经口给药 1.自动口服给药： 2.灌胃给药:是借器械将药物直接灌入动物胃内的方法。此法可以准确控制给药量，但如果操作不当易造成动物死亡。 （1）大小鼠灌胃：,方法步骤： 1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。 2.操作前，大致量一下从口到胃的距离，估计灌胃针头插入的深度。 3.左手捉持动物，使头部向上。 3、右手持针，把灌胃针头的前端放进动物的口腔，顺着上腭部插入咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入动物的胃内，此时没有抵触感。 4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入动物的胃中。,剂量：小鼠约0.1-0.5ml10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml100g体重，最大体积为1.0ml/只 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。,（2）兔灌胃,原理：将药液直接注入兔的胃内。 器材：兔开口器、14号胃管、注射器1 支、生理盐水、烧杯、石蜡油。,步骤： 1、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压住兔的背部，避免兔的挣扎。 2、灌胃者用左手拇指和中指挤压兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口。,3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并 固定。 4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的 孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。,5、在插管时应将胃管另一端泡在水中 确认没有冒气泡，即可用注射器经 胃管注入药液。 灌胃量： 80-150ml只次。 注 意：在灌胃过程中， 避免误插入气管。,（二）注射给药 1、皮下注射给药： 原理：将药液注入皮下结缔组织，经 毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐 角角度刺入皮下. (3)将针头轻轻向左右 摆动，易摆动则表示已 刺入皮下，再轻轻抽吸， 如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。 注射量：0.01ml0.03mlg体重。,2.皮内注射,此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。 注射部位：动物背部 脱毛，用针头平直进入皮内， 注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻拔出针头。,3.肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1ml注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。,4.静脉注射给药 （1)大小鼠尾静脉注射 原理：将药液注入小鼠的尾静脉。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、金属笼或大小鼠器 、 酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1)将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器 中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。 (2) 用左手捏住鼠尾巴中下部，用75 酒精棉球反复擦拭尾部。,(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾 两侧，用食指从下面托起尾巴，以无 名指夹住尾巴的末梢。 (4) 右手持4号针头的注射器，使针头与 静脉平行（小于30度角）。,(5) 从鼠尾巴下14处进针，仔细观察， 如果无阻力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。 (6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约l、2min，防止出血。 注射量：小鼠 0.005m10.01 m1g体重。 大鼠1.0-2.0 m1100g体重,（2）兔耳缘静脉给药 原理：穿刺兔的耳缘静脉 器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、 烧杯、酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 将兔放在保定架内保定。 (2) 酒精消毒并揉搓血管， 使兔的耳缘静脉充盈。,(3) 用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭下作垫。 (4) 右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针 头从远心端插入血管，放松对静脉近心端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。,（3）犬静脉注射,注射部位:前肢静脉、后肢小隐静脉,5.腹腔注射给药 注射部位:腹中线两侧、腹股沟水平部位 。 6.脑内注射： 7.椎管内注射：此法主要用于抽取脑脑脊液 8.关节内注射： 9.淋巴囊注射：蛙类常采用此法,第五节 各种检验标本的采集方法,一、采血 1.尾巴尖采血：常用于大小鼠，小量采血。可以多次采血。 2.眼眶静脉丛采血：常用于大小鼠、沙鼠的常规血液检查。微量采血。 3.摘眼球采血:血量较多，常用于大小鼠、沙鼠 4.腹主动脉采血：常用于大小鼠、沙鼠，动物要麻醉后进行，用针管在腹主动脉分叉处，与血管平行刺入，此法采血量大。 5.心脏采血： 6.兔耳缘静脉或耳中动脉、颈动脉采血 7.犬 在前肢静脉、后肢小隐静脉采血 8.猴 可在指尖、足跟、后肢皮下静脉、颈静脉采血 9.猪 小型猪为耳大静脉、后肢静脉,小鼠各种采血方法的最大采血量,剪尾巴采血：0.1ml/次，可以用温水（50）浸泡几分钟或放恒温箱几分钟，使其尾巴血管充盈，剪去尾巴1-2mm. 摘眼球采血：0.1-0.6ml/次 心脏采血：0.5-0.6ml/次 断头采血：0.8-1.0ml/次 眼眶静脉丛采血：0.2-0.3ml/次，取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1-1.5cm长的毛细管段，浸入1肝素溶液中，干燥后用。大鼠、豚鼠、兔均可采用此法。,二、采集体液,1.胸水的采集 2.腹水的采集 3.消化液的采集:主要有唾液、胃液、胆汁、胰液 4.尿液的采集 5.骨髓液的采集 6.动物精液的采集 7.乳汁的采集,尿液的采集,代谢笼法:此法较常用于大、小鼠， 成熟小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h 导尿法：常用于雄兔、犬等动物，要轻度麻醉，可以采到无污染的尿液。 压迫膀胱法：此法适用于兔、猫、犬等大动物。 输尿管插管法,膀胱插管法 膀胱穿刺法 剖腹采尿法 反射排尿法：适用于小鼠。,三、采粪,大、小鼠：采用代谢笼 兔：大量，采用代谢笼 犬、猴、猪:采集自然排出的粪便。,第六节 实验动物的安死术,实验动物的处死必须遵循实验动物的伦理要求和动物福利法按照人道主义原则处死实验动物。 一、“安死术”的概念：即安乐死术，是指以人道的方法处死动物过程。在处死动物的过程中尽量减少动物的惊慌、焦虑，使其安静地、无痛苦地死亡。 二、采用安死术必须符合的标准。,采用安死术必须符合的标准。,1.死时无惊恐、疼痛表现 。 2.使其在最短时间内失去意识迅速死亡。 3.方法可靠且可重复。 4.对操作人员安全。 5.采用的方法要与研究要求和目的一致。 6.对观察者和操作者的情绪影响最小。 7.对环境的影响最小。 8.需要的机械设备简单、价廉、易操作。 9.处死动物地点应远离并与动物房隔开。,安死术的常用方法,颈椎脱位法 是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓 致死，为大、小鼠最常用的处死方法。 空气栓塞法 处死兔、猫、犬常用此法，兔、猫为20-40ml,犬为80-150ml. 过量麻醉处死 此法多用于处死大鼠、豚鼠和家兔,吸入乙醚或腹腔注射巴比妥钠。 二氧化碳吸入法 让实验动物吸入大量C02等气体而中毒死亡。 断头处死法、击打头盖骨处死法,第七节 尸体检查及脏器标本采集原则与 检查方法,尸体的外部检查技术 尸体内脏器官采集技术 尸体内脏脏器检查技术,第八节 实验外科的基本操作技术,术前准备 无菌技术 手术的基本操作技术 术后的动物护理与观察,一、术前准备,1.手术室的要求与准备 手术室的位置及设计原则、手术室的设备等 2.动物准备 3.手术器械、物品、敷料的准备,二、无菌技术：,是针对微生物及感染途径所采取的一系列预防措施。包括灭菌、消毒法、操作规程及管理制度。,三、手术的基本操作技术,1.手术器械的使用 常用的手术器械是手术刀、手术剪、持针钳、血管钳、缝针等 2.实验外科的技术要求：稳、准、轻、快。 3.实验外科的基本操作技术:无菌、切开、止血、节扎、剥离、暴露、缝合。 止血方法：压迫止血、钳夹止血、节扎止血、电凝止血、药物止血。,四、术后的动物护理与观察,术后的护理 动物护理记录和实验档案,第九节 动物实验中的安全防护,“动物实验中的安全防护”概念： 实验人员的安全管理 实验动物安全管理 安全操作技术 安全实验室安全制度和管理,动物实验中的安全防护,主要是指在实验过程中可能对实验人员造成的危害和对公共环境造成的污染等各种不安全因素进行的防护。包括防火、防毒、防爆、防触电、防辐射、防外伤、防动物咬伤、防动物传染。,实验人员的安全管理,人员安全教育 实验人员的健康管理 以外损伤的防护,实验动物安全管理,人畜共患病的防护 动物健康管理,安全操作技术,注意事项：P205,安全实验室安全制度和管理,P206,第十节 动物实验后废弃物的无害化处理,废弃物主要包括污水、污物、动物尸体 无害化处理 1.污水无害化处理 动物实验室的污水主要来自动物的尿粪液、笼器具洗刷、废弃的消毒液、实验中废弃的试剂液。应有相对独立的污水初级处理设备。 考点：动物实验室的污水来源有哪几方面？ 2.污物无害化处理 原则：专人管理和处理、分类收集。 3.废弃动物及动物尸体无害化处理,废弃动物及动物尸体无害化处理,1.实验结束后，受试动物尚未死亡，应采用安死术处理，并将动物尸体装入专用尸体袋中存放冰柜，按政府有关医疗废物处理的规定进行统一处理和焚烧。 2.如实验过程中怀疑受试动物是因其他疾病死亡，应及时查明原因：动物尸体待消毒处理后装入专用尸体袋中，冷冻存放，同样按政府有关医疗废物处理的规定进行统一处理和焚烧。,三、小鼠的采血 摘除眼球采血法： 原理：将小鼠的眼球摘除后取血液 的方法。 器材：眼科弯镊、试管。,方法步骤： (1)左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实 验台上，取侧卧位; (2)左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈 后压，使眼球突出。,(3)用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立， 用试管接住流出的血液。 (4)采血完毕立即用纱布压迫止血。 采血量：每次0.6-1.0ml/次。,一、大鼠的抓取保定： 器材：大鼠饲养盒 + 面罩 1套。 方法步骤： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部的头颈皮肤，其余三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。,第二节 大鼠,二、大鼠的给药方法： (一)灌胃给药 原理：将药液直接注入大鼠的胃内。 器材：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠 饲养盒+面罩l套、生理盐水、烧杯。,方法步骤： 1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量 的药液。 2、左手捉持保定大鼠，右手将灌胃针头尖 端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推， 灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内。 灌胃针插入约5cm.,3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注 射器中的生理盐水灌入大鼠的胃中。 剂量：0.010.02mlg体重。 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。,(二) 注射给药 1、皮下注射给药 原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细 血管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材：5ml注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 注射部位：选大鼠的项背部的皮下。 (2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。 (3) 将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。 注射量：0.01mlg体重。,2、肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 操作时1人先将大鼠捉持保定好。 (2) 另1人用左手抓住大鼠的1条后肢，右手拿 注射器，常规消毒注射部位的皮肤。 (3) 将注射器针头在动物后肢大腿内侧肌肉丰 富处呈90度角，迅速刺入后注入药液。 注射量：0.01m1g 。,3、静脉注射给药 原理：将药液注入大鼠的尾静脉。 器材： 1ml注射器1支、生理盐水、烧杯、 金属笼或大鼠固定器、酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 将大鼠放在金属笼或大鼠固定器中，通过金属笼或鼠夹的孔拉出大鼠尾巴。 (2) 用左手捏住大鼠尾巴中部，用75酒精棉球反复擦拭尾部。 (3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴。,(4) 右手持4号针头的注射器，使针头与静脉平行(小于30度角)。 （5) 从大鼠尾巴下14或13处进针，仔 细观察，如果无阻力，无白色皮丘出 现，说明已刺入血管，即可注入药物。 注射量：0.0050.01 mlg体重。,4、腹腔注射给药 原理：将药液注入大鼠的腹腔。 器材：注射器1支、生理盐水、烧杯。,方法步骤： (1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝 上，鼠头略低于尾部。 (2)右手持注射器将针头在下腹部靠近腹 白线的两侧进行穿刺。,(3)针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。 (4)固定针头，保持针尖不动， 回抽针栓，如无回血、肠液 和尿液后即可注射药液。 注射量： 0.010.02m1g体重。,三、大鼠的麻醉 原理： 是使用非挥发性麻醉药对动物进行全 麻术的方法。 器材： 3戊巴比妥钠、注射器。,方法步骤： (1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝 上，鼠头略低于尾部。 (2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹 白线的两侧进行穿刺。,(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使 注射针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，穿过腹 肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔 后抵抗感消失。 (4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓， 如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。,四、大鼠的采血 眼眶后静脉丛(窦)取血： 器材： 毛细管(玻璃或塑料均可)、 1肝素溶液、干燥皿、 乙醚、试管、干棉球。,方法步骤： 1、先将毛细管浸泡在1肝素溶液中数分 钟，然后取出干燥备用。 2、将大鼠进行麻醉， 使大鼠保持侧卧位。,3、左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈 部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大 鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉 丛充血。 4、右手持毛细管由大鼠的内毗部插入结 膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推 进，深度约35mm 。 5、轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛， 让血流顺毛细管流出。 采血量：0.40.6ml次。,一、豚鼠的抓取保定： 器材：大鼠饲养盒+带面罩 l套。,第三节 豚鼠,方法步骤： 1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。 3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。,二、豚鼠的给药方法： (一)灌胃给药 原理：将药液直接注入豚鼠的胃内。 器材：大鼠灌胃针1支、注射器1支、 生理盐水、烧杯。,方法步骤： 1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定 量的生理盐水。 2、左手捉持保定豚鼠，右手将灌胃针头 尖端放进豚鼠口咽部，顺咽后壁轻轻 往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠 的胃内。灌胃针插入约5cm。,3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将 注射器中的生理盐水注入豚鼠的胃中。 剂量：15ml。 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。,(二) 注射给药 1、皮下注射给药 原理： 将药液注入皮下结缔组织，经毛细血 管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材： 1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒 精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 注射部位：选豚鼠的项背部的皮下。 (2) 常规消毒注射部位的皮肤，注射针头 取一锐角角度刺入皮下。 (3) 将针头轻轻向左右摆动，易摆动则 表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如 无回血，可缓慢地将药物注入皮下。 注射量：0.01mlg 。,2、肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 操作时1人先将豚鼠捉持保定好。 (2) 另1人用左手抓住豚鼠的1条后肢， 右手拿注射器，常规消毒注射部位。 (3) 将注射器针头在动物后肢大腿外侧 肌肉丰富处呈60度角，迅速刺入后 注入药液。 注射量：0.01mlg 。,一、注意事项： 1、应遵循安乐死的原则。 2、要保证实验人员的安全。 3、要确认实验动物已经死亡。 4、要注意环保，避免污染环境，还要妥 善处理好尸体。,第五节 实验动物处死方法,二、处死方法： （一）颈椎脱臼处死法 1、是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓 致死，为大、小鼠最常用的处死方法。 2、用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放 在鼠笼盖或其他粗糙面上,3、用左手拇指、食指用力向下按压鼠头 及颈部。 4、右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方， 造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，动物 立即死亡。,（二）断头处死法： 此法适用于鼠类等较小的实验动 物，详见教材。 （三）击打头盖骨处死法： 主要用于豚鼠和兔的处死， 详见教材。,（四）放血处死法： 此法适用于各种实验动物，详见教材。 （五）空气栓塞处死法： 处死兔、猫、犬常用此法，详见教材。 （六）过量麻醉处死法： 此法多用于处死豚鼠和家兔，详见教材。 （七）二氧化碳吸入法： 让实验动物吸入大量C02等气体而中毒死亡。,一、基本要求 （一）实验动物背景资料记录 1、 实验动物来源、种类、年龄、性别、 原编号、体重、临床症状等。 2、剖检时间、地点，麻醉方法、时间、 麻醉者，处死方法、解剖者、记录者、 温度、湿度 。 3、其它指标：动物剖杀前禁食（不禁水） 时间一致，为12h。,第六节 实验动物的病理剖检,（二）病理取材基本要求